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背景：
瘢痕疙瘩是一类常见的纤维结缔组织增生性疾病。病理组织表现为成纤维细胞异常增殖、胶原过度表达和大量新生血管。该病具有侵袭性生长、超出原有皮损范围且治疗后易复发、临床疗效不佳等特征。临床上因瘢痕疙瘩挛缩而造成患者功能障碍的病例比较常见，给患者带来严重的心理和经济负担。因此，对瘢痕疙瘩的发病机制研究的要求就更加急迫。我们的前期研究发现牵张力作用下瘢痕疙瘩间充质干细胞(keloid-derived mesenchymal stem cells，KD-MSCs)培养上清可通过旁分泌促进瘢痕疙瘩成纤维细胞(Keloid Fibroblasts，KFs )增殖及Ⅰ型胶原的合成。更有学者提出皮肤在牵张力作用下会出现比静止状态下分泌更多的细胞因子促进表皮增生和血管形成，导致瘢痕疙瘩发生发展。鉴于瘢痕疙瘩与正常皮肤组织相比新生血管密度更高以及多项研究结果提示减少组织炎症反应，可促进创面愈合，减少瘢痕疙瘩的形成。这说明我们仍需继续探索炎症反应与新生血管以及瘢痕疙瘩之间的联系。加之，除外炎症反应，血管增生的现象本身也可能会直接影响瘢痕疙瘩的形成。那么牵张力是否可以通过影响KD-MSCs从而影响血管内皮细胞的生物活性，目前仍未见报道。因此，本实验将初步探讨牵张力作用下瘢痕疙瘩中血管生成的作用机制。
目的：通过研究牵张力作用下KD-MSCs培养上清对人脐静脉血管内皮细胞(Human Umbilical Vein Endothelial Cells，HUVECs)生物活性的影响，探讨牵张力作用下KD-MSCs通过旁分泌作用影响HUVECs生物学活性的机制。可能为血管内皮细胞在瘢痕疙瘩发病过程中的作用指明方向。
方法：
①使用含10%胎牛血清(FBS)的1640培养基培养HUVECs。实验分三组：牵张力组(tensile)、无牵张力组(static)和空白对照组(control)。其中牵张力组为使用10%受力KD-MSCs培养上清作为刺激液，无牵张力组为使用10%未受力KD-MSCs培养上清作为刺激液，空白对照组为不加刺激液正常培养。
②取第4-6代对数生长期的HUVECs接种于96孔培养板，待细胞贴壁，分别以牵张力组和无牵张力组的培养基处理，继续培养48h，于显微镜下观察细胞形态的变化。
③将HUVECs接种于96孔培养板，待细胞贴壁后分三组处理HUVECs，继续培养1d、2d、3d、4d，HUVECs增殖采用WST-8细胞检测试剂盒(Cell Counting Kit-8, CCK-8)染色法进行检测。
④将HUVECs接种于6孔板，待细胞贴壁融合后分三组处理HUVECs，使用平板划痕的实验方法记录0d、1d、2d三组细胞迁移情况，并拍照分析。
⑤将HUVECs分组重悬浮后加入Transwell(插入式细胞培养皿)小室的上室。向小室底部加入含血清培养基，继续培养箱中培养24h。通过固定－染色－计数的方法记录三组细胞迁移情况，并拍照分析。
⑥将HUVECs分组重悬浮后加入提前铺Matrigel基质胶的96孔板继续培养6小时，随机6个视野使用Imagepro6.0软件处理照片并分析。
⑦将HUVECs接种于6孔板，分三组培养24h后，进行RNA(RibonucleicAcid，核糖核酸)提取、cDNA(complementarydeoxynucleicaid，互补DNA)反转录。以RT-PCR(real-timePCR，实时定量PCR)检测不同实验组条件下整合素αvβ3、TGF-β、VEGF(vascularendothelialgrowthfactor,血管内皮生长因子)、PDGF(plateletderivedgrowthfactor，血小板衍生生长因子)的基因表达情况。
结果：
①牵张力作用下KD-MSCs培养上清对HUVECs形态无明显影响。
②牵张力作用下KD-MSCs培养上清促进HUVECs增殖。
③牵张力作用下KD-MSCs培养上清促进HUVECs迁移。
④牵张力作用下KD-MSCs培养上清促进HUVECs管腔形成。
⑤牵张力作用下KD-MSCs培养上清培养处理HUVECs后VEGF的mRNA(MessengerRNA,信使RNA)表达升高。牵张力作用下KD-MSCs培养上清培养处理HUVECs后整合素αvβ3的mRNA表达降低。
结论：
牵张力作用下KD-MSCs培养上清可以通过VEGF的高表达以及整合素αvβ3的低表达促进HUVECs增殖、迁移及血管生成。本实验证实牵张力作用下KD-MSCs培养上清过旁分泌作用促进瘢痕疙瘩血管生成。本研究结果有望进一步阐释瘢痕疙瘩的发病机制，也为今后探索更有效、更快速的治疗方法奠定了基础。
瘢痕疙瘩是一类常见的纤维结缔组织增生性疾病。病理组织表现为成纤维细胞异常增殖、胶原过度表达和大量新生血管。该病具有侵袭性生长、超出原有皮损范围且治疗后易复发、临床疗效不佳等特征。临床上因瘢痕疙瘩挛缩而造成患者功能障碍的病例比较常见，给患者带来严重的心理和经济负担。因此，对瘢痕疙瘩的发病机制研究的要求就更加急迫。我们的前期研究发现牵张力作用下瘢痕疙瘩间充质干细胞(keloid-derived mesenchymal stem cells，KD-MSCs)培养上清可通过旁分泌促进瘢痕疙瘩成纤维细胞(Keloid Fibroblasts，KFs )增殖及Ⅰ型胶原的合成。更有学者提出皮肤在牵张力作用下会出现比静止状态下分泌更多的细胞因子促进表皮增生和血管形成，导致瘢痕疙瘩发生发展。鉴于瘢痕疙瘩与正常皮肤组织相比新生血管密度更高以及多项研究结果提示减少组织炎症反应，可促进创面愈合，减少瘢痕疙瘩的形成。这说明我们仍需继续探索炎症反应与新生血管以及瘢痕疙瘩之间的联系。加之，除外炎症反应，血管增生的现象本身也可能会直接影响瘢痕疙瘩的形成。那么牵张力是否可以通过影响KD-MSCs从而影响血管内皮细胞的生物活性，目前仍未见报道。因此，本实验将初步探讨牵张力作用下瘢痕疙瘩中血管生成的作用机制。
目的：通过研究牵张力作用下KD-MSCs培养上清对人脐静脉血管内皮细胞(Human Umbilical Vein Endothelial Cells，HUVECs)生物活性的影响，探讨牵张力作用下KD-MSCs通过旁分泌作用影响HUVECs生物学活性的机制。可能为血管内皮细胞在瘢痕疙瘩发病过程中的作用指明方向。
方法：
①使用含10%胎牛血清(FBS)的1640培养基培养HUVECs。实验分三组：牵张力组(tensile)、无牵张力组(static)和空白对照组(control)。其中牵张力组为使用10%受力KD-MSCs培养上清作为刺激液，无牵张力组为使用10%未受力KD-MSCs培养上清作为刺激液，空白对照组为不加刺激液正常培养。
②取第4-6代对数生长期的HUVECs接种于96孔培养板，待细胞贴壁，分别以牵张力组和无牵张力组的培养基处理，继续培养48h，于显微镜下观察细胞形态的变化。
③将HUVECs接种于96孔培养板，待细胞贴壁后分三组处理HUVECs，继续培养1d、2d、3d、4d，HUVECs增殖采用WST-8细胞检测试剂盒(Cell Counting Kit-8, CCK-8)染色法进行检测。
④将HUVECs接种于6孔板，待细胞贴壁融合后分三组处理HUVECs，使用平板划痕的实验方法记录0d、1d、2d三组细胞迁移情况，并拍照分析。
⑤将HUVECs分组重悬浮后加入Transwell(插入式细胞培养皿)小室的上室。向小室底部加入含血清培养基，继续培养箱中培养24h。通过固定－染色－计数的方法记录三组细胞迁移情况，并拍照分析。
⑥将HUVECs分组重悬浮后加入提前铺Matrigel基质胶的96孔板继续培养6小时，随机6个视野使用Imagepro6.0软件处理照片并分析。
⑦将HUVECs接种于6孔板，分三组培养24h后，进行RNA(RibonucleicAcid，核糖核酸)提取、cDNA(complementarydeoxynucleicaid，互补DNA)反转录。以RT-PCR(real-timePCR，实时定量PCR)检测不同实验组条件下整合素αvβ3、TGF-β、VEGF(vascularendothelialgrowthfactor,血管内皮生长因子)、PDGF(plateletderivedgrowthfactor，血小板衍生生长因子)的基因表达情况。
结果：
①牵张力作用下KD-MSCs培养上清对HUVECs形态无明显影响。
②牵张力作用下KD-MSCs培养上清促进HUVECs增殖。
③牵张力作用下KD-MSCs培养上清促进HUVECs迁移。
④牵张力作用下KD-MSCs培养上清促进HUVECs管腔形成。
⑤牵张力作用下KD-MSCs培养上清培养处理HUVECs后VEGF的mRNA(MessengerRNA,信使RNA)表达升高。牵张力作用下KD-MSCs培养上清培养处理HUVECs后整合素αvβ3的mRNA表达降低。
结论：
牵张力作用下KD-MSCs培养上清可以通过VEGF的高表达以及整合素αvβ3的低表达促进HUVECs增殖、迁移及血管生成。本实验证实牵张力作用下KD-MSCs培养上清过旁分泌作用促进瘢痕疙瘩血管生成。本研究结果有望进一步阐释瘢痕疙瘩的发病机制，也为今后探索更有效、更快速的治疗方法奠定了基础。