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摘要：目的：探讨用改良Schiff试剂在科研和临床病理检验技术中得到的应用价值。方法：采用跟传统经典方法对比，跟踪之后再验证的方法。结果：以改良后染色效果明顯，糖原染色阳性物质为紫红色等实际操作染色片例为佐证染色后效果明显优于传统的方法。结论：改良后Schiff试剂热配法配制简单简洁，方便，值得推广。
关键词：改良;Schiff试剂;偏重亚硫酸钠;36%～38%的浓盐酸
高碘酸能使细胞内多糖含有的1，2-乙二醇氧化，产生二醛，此二醛基进而与Schiff液作用形成红色化合物。定位于胞浆中其强度与糖原含量成正比，但传统方法配制Schiff试剂步骤繁琐，不易掌握且配制后保存时间短，不易推广。实验者经多年实践总结改良热法快速配制schiff试剂不仅方法简便、成功率高，而且染色效果比改进前更加艳丽，染色色彩更加锐利鲜明。
1材料与方法
1.1 实验材料
①研磨成粉状的碱性品红;②偏重亚硫酸钠;③36%～38%的浓盐酸;④蒸馏水;⑤活性碳粉。
1.2 传统Schiff试剂配制
将1 g碱性品红加入煮沸的200 ml蒸馏水中，再煮1 min，使碱性品红完全溶解。冷却至50℃时过滤，加入1 mol/L浓盐酸20 ml，再冷却至35℃时，加入偏重亚硫酸钠2 g，盖紧并轻轻摇动使其溶解，于暗处静置24 h，溶液变成稻草色或淡红色，加入活性炭1 g，塞瓶口轻摇1～2 min，静置1～2 h后过滤，置于4℃冰箱内保存。
1.3 改进后的Schiff试剂配制方法
用500 ml的三角烧瓶加入260 ml蒸馏水在电炉加热至沸腾，取1.5 g碱性品红置于260 ml沸水中，先用玻璃棒搅拌混匀再继续摇动烧瓶5 min使之溶解，移入量筒。冷却至25℃时，加29.5 g偏重亚硫酸钠，用玻璃棒搅拌混匀，使之完全溶解，滴加36%～38%的浓盐酸3 ml添加蒸馏水至300 ml充分混匀振荡10 min。使该溶液颜色褪至淡黄色，若呈红色则不能使用，加活性碳粉5 g颠倒混匀。取滤纸放入漏斗过滤至棕色瓶，此时溶液呈无色透明状，置4℃冰箱备用（可保存1.5年以上）。
1.4 染色方法
①干燥的新鲜血膜片或病理组织切片[脱水脱蜡（略）]于95%乙醇中固定10 min，流水冲洗;②0.5%高碘酸水溶液氧化5～10 min;③蒸馏水充分水洗;④放入无色品红溶液玻璃染缸中反应30 min，流动自来水冲洗10 min;⑤HE染色用苏木素染核（血膜片可用1%甲基绿染核3 min）水洗、返蓝、镜检，如核颜色深用盐酸乙醇分化，再水洗显蓝;⑥无水乙醇脱水，二甲苯透明，中性树胶封固。
2染色结果
Schiff试剂（PAS法）阳性物质呈紫红色或红色。见图1。
3讨论
作者将反应物（偏重亚硫酸钠29.5 g）浓度增加以避免无色品红的氧化，也避免了背景及非糖类物质的物理着色，清晰地显示含醛基的糖类物质。以浓度36%～38%的浓盐酸（3 ml）滴入法取代1 mol/L盐酸，加速了对染色剂色素的破坏速度，缩短了配制时间，提高了工作效率。增加盐酸和偏重亚硫酸钠浓度，提高了配制Schiff试剂生成速度加速了对色素的破坏。但为了能使Schiff液染色力保证发挥最佳效果，最好采用浸泡染色。Schiff染色反应成功与否、染色附着力好与否、反应快慢则取决于染色时间，氧化时间长短与（高碘酸浓度）氧化剂的优劣和氧化液（避免污染）新鲜等因素有关。
Schiff液制配法有很多，有冷配法及热配法。都以1：200碱性品红溶液为最基本配方，都是热配法（将碱性品红加热煮沸是通过热效应来加速分子运动，使染料溶解与脱色）。冷配法的报导也不少，但无定性推广。我们通过多年教学实验应用实践观察，取得了改进Schiff液与传统热配法一致的满意效果。改良后schiff试剂优点是Schiff液可以长期保存使用而不影响试剂质量和染色结果。改进后的Schiff液配液时间大大缩短（原为24 h，现为50 min），配液步骤简化，易于掌握，高效实用。而传统方法配Schiff试剂步骤繁琐，配制过程稍有不慎极易失败，不易掌握，且Schiff试剂贮存时间较短。改良法制备Schiff试剂中增加浓盐酸和偏重亚硫酸钠的浓度，加快Schiff试剂生成速度，可大量配制（笔者有时配制多达1 000 ml，放置冰箱1年以上效果仍良好），具有高成功率、效果理想、便于储存等特点。改良后schiff试剂能使师生与科研工作者较快达到实验目的，提高实验积极性，极大提高了实验的效率，满足教学科研的需要而且试剂新鲜还可在冰箱可保存多年。染色结果与改进前相比更加鲜艳，染色色彩更加锐利鲜明。
参考文献
[1]丁伟，王德田.简明病理检验技术[M].杭州：浙江科学技术出版社，2014：70.
关键词：改良;Schiff试剂;偏重亚硫酸钠;36%～38%的浓盐酸
高碘酸能使细胞内多糖含有的1，2-乙二醇氧化，产生二醛，此二醛基进而与Schiff液作用形成红色化合物。定位于胞浆中其强度与糖原含量成正比，但传统方法配制Schiff试剂步骤繁琐，不易掌握且配制后保存时间短，不易推广。实验者经多年实践总结改良热法快速配制schiff试剂不仅方法简便、成功率高，而且染色效果比改进前更加艳丽，染色色彩更加锐利鲜明。
1材料与方法
1.1 实验材料
①研磨成粉状的碱性品红;②偏重亚硫酸钠;③36%～38%的浓盐酸;④蒸馏水;⑤活性碳粉。
1.2 传统Schiff试剂配制
将1 g碱性品红加入煮沸的200 ml蒸馏水中，再煮1 min，使碱性品红完全溶解。冷却至50℃时过滤，加入1 mol/L浓盐酸20 ml，再冷却至35℃时，加入偏重亚硫酸钠2 g，盖紧并轻轻摇动使其溶解，于暗处静置24 h，溶液变成稻草色或淡红色，加入活性炭1 g，塞瓶口轻摇1～2 min，静置1～2 h后过滤，置于4℃冰箱内保存。
1.3 改进后的Schiff试剂配制方法
用500 ml的三角烧瓶加入260 ml蒸馏水在电炉加热至沸腾，取1.5 g碱性品红置于260 ml沸水中，先用玻璃棒搅拌混匀再继续摇动烧瓶5 min使之溶解，移入量筒。冷却至25℃时，加29.5 g偏重亚硫酸钠，用玻璃棒搅拌混匀，使之完全溶解，滴加36%～38%的浓盐酸3 ml添加蒸馏水至300 ml充分混匀振荡10 min。使该溶液颜色褪至淡黄色，若呈红色则不能使用，加活性碳粉5 g颠倒混匀。取滤纸放入漏斗过滤至棕色瓶，此时溶液呈无色透明状，置4℃冰箱备用（可保存1.5年以上）。
1.4 染色方法
①干燥的新鲜血膜片或病理组织切片[脱水脱蜡（略）]于95%乙醇中固定10 min，流水冲洗;②0.5%高碘酸水溶液氧化5～10 min;③蒸馏水充分水洗;④放入无色品红溶液玻璃染缸中反应30 min，流动自来水冲洗10 min;⑤HE染色用苏木素染核（血膜片可用1%甲基绿染核3 min）水洗、返蓝、镜检，如核颜色深用盐酸乙醇分化，再水洗显蓝;⑥无水乙醇脱水，二甲苯透明，中性树胶封固。
2染色结果
Schiff试剂（PAS法）阳性物质呈紫红色或红色。见图1。
3讨论
作者将反应物（偏重亚硫酸钠29.5 g）浓度增加以避免无色品红的氧化，也避免了背景及非糖类物质的物理着色，清晰地显示含醛基的糖类物质。以浓度36%～38%的浓盐酸（3 ml）滴入法取代1 mol/L盐酸，加速了对染色剂色素的破坏速度，缩短了配制时间，提高了工作效率。增加盐酸和偏重亚硫酸钠浓度，提高了配制Schiff试剂生成速度加速了对色素的破坏。但为了能使Schiff液染色力保证发挥最佳效果，最好采用浸泡染色。Schiff染色反应成功与否、染色附着力好与否、反应快慢则取决于染色时间，氧化时间长短与（高碘酸浓度）氧化剂的优劣和氧化液（避免污染）新鲜等因素有关。
Schiff液制配法有很多，有冷配法及热配法。都以1：200碱性品红溶液为最基本配方，都是热配法（将碱性品红加热煮沸是通过热效应来加速分子运动，使染料溶解与脱色）。冷配法的报导也不少，但无定性推广。我们通过多年教学实验应用实践观察，取得了改进Schiff液与传统热配法一致的满意效果。改良后schiff试剂优点是Schiff液可以长期保存使用而不影响试剂质量和染色结果。改进后的Schiff液配液时间大大缩短（原为24 h，现为50 min），配液步骤简化，易于掌握，高效实用。而传统方法配Schiff试剂步骤繁琐，配制过程稍有不慎极易失败，不易掌握，且Schiff试剂贮存时间较短。改良法制备Schiff试剂中增加浓盐酸和偏重亚硫酸钠的浓度，加快Schiff试剂生成速度，可大量配制（笔者有时配制多达1 000 ml，放置冰箱1年以上效果仍良好），具有高成功率、效果理想、便于储存等特点。改良后schiff试剂能使师生与科研工作者较快达到实验目的，提高实验积极性，极大提高了实验的效率，满足教学科研的需要而且试剂新鲜还可在冰箱可保存多年。染色结果与改进前相比更加鲜艳，染色色彩更加锐利鲜明。
参考文献
[1]丁伟，王德田.简明病理检验技术[M].杭州：浙江科学技术出版社，2014：70.