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干扰素是一种多功能的细胞因子，具有抗病毒、抗肿瘤以及免疫调节等功能，分为I和II两个型。I型IFN包括α、β、ω等亚型，而II型IFN则只有γ一个型。IFN-α主要由白细胞产生，与IFN-β,IFN-ω作用于同一受体，而IFN-γ主要由NK细胞、CD4+Th1细胞以及CD8+T细胞产生。近年来，犬病毒性疾病在全球范围内呈现出越来越严重的趋势，狂犬病、犬细小病毒病等有些病毒是人畜共患病的病原，给人们带来了不小的危害，已经引起全社会的关注。因此，从兽医和人医临床角度出发，综合控制犬病毒性疾病意义重大。干扰素能够通过阻断病毒的繁殖及复制，具有良好的临床疗效，因此研究有关犬干扰素的生物制品势在必行。但是，目前利用原核系统表达的犬干扰素-γ(CaIFN-γ)多以包涵体形式存在，为无生物学活性的蛋白质，需要经过体外重新折叠复性后才能恢复为具有生物活性的干扰素，但是包涵体复性效率低，而且复性后蛋白的活性并不能得到保证，这成为犬干扰素-γ大量制备和应用于实践的瓶颈问题。因此，本文对犬γ干扰素的可溶表达进行探讨，旨在可溶性表达目的基因CaIFN-γ，获得具有生物活性的CaIFN-γ蛋白。近年来研究发现SUMO可作为分子伴侣来增加外源蛋白的稳定性和可溶性，其作用机理可能是SUMO蛋白作为一个高度疏水的核心，为目的蛋白的折叠提供成核位点，促进蛋白间的相互作用并使其正确折叠，最终增强了融合蛋白的可溶性。本研究采用SUMO融合表达系统，经IPTG诱导后电泳结果显示：在超声破碎后的上清中有大部分的目的蛋白表达。进而在实验过程中对诱导时间、诱导剂浓度及诱导温度等表达条件进行了优化，发现诱导时间对CaIFN-γ蛋白表达量影响较大，在诱导4h时蛋白表达量较高。而IPTG浓度对此融合蛋白表达影响较小，为了减少对菌体的伤害，本实验选择了0.25mmol/L的IPTG浓度。温度变化对该蛋白表达也有影响，在20℃时菌体生长较慢蛋白表达量也较低，因此本实验选择了常规诱导温度37℃。在最优的表达条件下：当菌株处于对数生长期，选择诱导剂终浓度为0.25mmol/L、诱导温度为37℃、诱导时间为4h，产物量及表达量达到最优，破碎后SDS-PAGE分析蛋白表达量，上清中蛋白含量占菌体蛋白总量的50%，这与以往利用其它表达载体表达CaIFN-γ相比，大大提高了蛋白的可溶性表达，解决了包涵体变性复性影响蛋白活性的瓶颈问题，为以后CaIFN-γ的研究及大规模发酵生产奠定了基础。传统方法在检测犬干扰素活性时，一般采用MDCK-VSV检测系统，VSV病毒本身存在危险性，导致猪，牛等哺乳动物和人共感染，并且培养病毒时还存在潜在危险性，病毒会出现不可预测的变异，导致毒力改变，而且检测TCID50时费时费力，因此本研究建立了一种安全、快速、灵敏的犬γ干扰素活性检测方法，也为今后更好的研究干扰素的抗病毒、抗肿瘤活性的作用机理奠定基础。本文以MDCK细胞为靶细胞，采用MTT法检测犬γ干扰素对该细胞增殖的抑制作用。结果表明，犬干扰素-γ对MDCK细胞呈明显的抑制作用。流式细胞仪检测CaIFN-γ蛋白有效诱导MDCK细胞发生凋亡和坏死，结果表明CaIFN-γ蛋白能够显著诱导MDCK细胞发生凋亡。 Real-time PCR法检测犬γ干扰素刺激MDCK细胞后，细胞内源p53mRNA水平的变化，结果显示，p53的表达量与犬γ干扰素的剂量和时间呈依赖性关系。通过以上方法说明我们所表达的可溶性CaIFN-γ蛋白是具有生物活性的。本研究建立了犬γ干扰素的可溶表达方法并建立一种快速、方便的犬γ干扰素活性检测方法，为进一步研究及生产犬γ干扰素奠定了基础。